Aktyna jądrowa – kurczliwe białko, aktyna, które znajduje się w jądrze komórkowym. Aktyna jądrowa po raz pierwszy została zauważona i opisana w 1977 roku przez Clark i Merriam[1]. W publikacji opisano białko uzyskane z frakcji jądrowej oocytów platany szponiastej, wykazujące cechy charakterystyczne dla aktyny z mięśni szkieletowych. Od tego czasu pojawiło się wiele doniesień naukowych o strukturze i funkcji aktyny w jądrze komórkowym, m.in. praca przeglądowa o aktynie w jądrze komórkowym: Hofmann 2009[2], natomiast w języku polskim Migocka-Patrzałek i Malicka-Błaszkiewicz, 2009[3].

Utrzymanie określonego poziomu aktyny w jądrze możliwe jest m.in. dzięki kontroli transportu tego białka przez błonę jądrową. Niskie stężenie aktyny jądrowej, oddziaływanie z białkami wiążącymi aktynę, oraz obecność różnych izoform aktyny pozwala jej pełnić szereg funkcji niezbędnych w prawidłowym przebiegu wielu procesów jądrowych.

Transport aktyny przez błonę jądrową edytuj

Aktyna nie posiada w swojej sekwencji sygnału importu do jądra, jednak jej wielkość (około 43 kDa) pozwala na wnikanie do wnętrza jądra na drodze biernej dyfuzji[4]. Wykazana eksperymentalnie znaczna szybkość przemieszczania się aktyny pomiędzy cytoplazmą a jądrem wskazuje jednak na istnienie transportu aktywnego. W imporcie aktyny do jądra (prawdopodobnie w kompleksie z kofiliną) bierze udział białko transportowe importyna[5]. Aktyna zawiera dwa sygnały exportu z jądra (NES, ang. nuclear export signal). Wprowadzona do jądra techniką mikroiniekcji aktyna zostaje szybko usuwana do cytoplazmy. Aktyna jest eksportowana z jądra co najmniej dwiema drogami m.in. dzięki eksportynie 1 (Exp1) oraz eksportynie 6 (Exp6) [6][7]. Aktyna jest zatrzymywana w jądrze m.in. dzięki modyfikacji, takiej jak np. SUMOilacja. Dowiedziono, że mutacja uniemożliwiająca SUMOilację powoduje gwałtowny eksport beta aktyny z jądra[8]. Na podstawie wyników dotychczasowych badań można przedstawić ogólny mechanizm transportu aktyny do jądra[9]:

  • Kofilina, wiążąc monomery ADP-aktyny, importuje aktynę z cytoplazmy do wnętrza jądra.
  • Dzięki wyższemu stężeniu ATP w jądrze (w porównaniu z cytoplazmą) następuje wymiana ADP na ATP w kompleksie aktyny z kofiliną. Osłabia to siłę wiązania się tych dwóch białek w kompleksie.
  • Rozdysocjowanie kompleksu kofilina-aktyna następuje w wyniku fosforylacji kofiliny przez kinazę jądrową LIM.
  • Aktyna w jądrze ulega SUMOilacji, dzięki czemu jest tam zatrzymywana.
  • Aktyna może tworzyć kompleksy z profiliną i opuszczać jądro z pomocą białka Exp6.

Organizacja aktyny jądrowej edytuj

Obecnie uważa się, że aktyna występuje w jądrze głównie w formie monomerycznej, jednak przyjmuje także formę zarówno oligomerów, jak i krótkich polimerów[10][11][12]. Organizacja aktyny jądrowej różni się w różnych typach komórek. Przykładowo w oocytach Xenopus, gdzie zaobserwowano wyższy poziom aktyny jądrowej, niż ma to miejsce w komórkach somatycznych, aktyna tworzy filamenty stabilizujące strukturę jądra. Dzięki znakowaniu falloidyną skoniugowaną ze znacznikiem fluorescencyjnym struktury te można obserwować mikroskopowo[1][4].

W jądrach komórek somatycznych nie udało się jednak zaobserwować filamentów aktyny[13]. Jedynym wyjątkiem są linie komórkowe, które poddawano m.in. modyfikacjom genetycznym, działaniu leków czy szokowi cieplnemu[2][12][14]. Obliczenie stopnia spolimeryzowania aktyny metodą pomiaru aktyny jako inhibitora DNazy I, jedynym jak do tej pory testem pozwalającym na ilościowe obliczenie poziomu spolimeryzowania aktyny bezpośrednio w próbkach biologicznych, pozwoliło stwierdzić, że endogenna aktyna jądrowa występuje głównie w formie monomerycznej[15]. Niski, precyzyjnie kontrolowany poziom aktyny w jądrze komórkowym zapobiega tworzeniu się filamentów. Polimeryzację ogranicza także utrudniony dostęp do monomerów aktyny, związanych w kompleksach z białkami wiążącymi aktynę, głównie z kofiliną[9].

Izoformy aktyny w jądrze komórkowym edytuj

Niewiele uwagi poświęcono dotychczas występowaniu i identyfikacji izoform aktyny w jądrze. Izoformy aktyny, mimo dużego podobieństwa sekwencji, charakteryzują się różnymi właściwościami biochemicznymi m.in. różną kinetyką polimeryzacji i depolimeryzacji[16]. Zmiany w poziomie poszczególnych izoform aktyny cytoplazmatycznej mogą mieć znaczenie w istotnych procesach fizjologicznych, takich jak np. wzrost potencjału metastatycznego komórek nowotworowych[17][18][19]. Poziom izoform aktyny w cytoplazmie i jądrze komórkowym może też ulegać zmianom w odpowiedzi komórek na stymulację wzrostu czy zatrzymanie aktywności proliferacyjnej i transkrypcyjnej[20].

Wykazano, że w jądrze komórkowym obecne są różne izoformy aktyny. Prace naukowe dotyczące aktyny jądrowej skupiają się głównie na cytoplazmatycznej izoformie beta[21][22][23][24]. Zastosowanie przeciwciał skierowanych wobec różnych izoform aktyny pozwoliło jednak na identyfikację nie tylko cytoplazmatycznej beta, ale i gamma aktyny w jądrach komórek ludzkiego czerniaka[15], aktyny alfa mięśni szkieletowych w mysich mioblastach[25], cytoplazmatycznej izoformy gamma, a także izoformy alfa mięśni gładkich w jądrze płodowych mysich fibroblastów[26].

Występowanie różnych izoform aktyny w jądrze komórkowym może mieć istotny wpływ na pełnione przez aktynę funkcje, zwłaszcza że poziom poszczególnych izoform może być kontrolowany w niezależny od siebie sposób[15].

Funkcje aktyny jądrowej edytuj

Funkcje aktyny w jądrze komórkowym wiążą się z jej zdolnością do polimeryzacji, oddziaływania z białkami wiążącymi aktynę oraz z elementami strukturalnymi jądra. Aktyna jądrowa bierze udział w:

  • tworzeniu struktur odpowiedzialnych za architekturę jądra – oddziaływanie aktyny, aII-spektryny i innych białek jest istotne dla zachowania prawidłowego kształtu jądra[27][28].
  • transkrypcji – aktyna uczestniczy w reorganizacji chromatyny[29][21][30][31], wpływa na regulację struktury chromatyny[32][33][34], bierze udział w inicjacji transkrypcji i oddziałuje z kompleksem transkrypcyjnym[35]. Aktyna oddziałuje zarówno z polimerazą RNA I[24], II[22], jak i III[23].
  • regulacji aktywności genów – przyłączając się do regionów regulatorowych genów[36][37][38][39]. Wpływ aktyny na regulację aktywności genów wykorzystuje się m.in. w metodzie „reprogramowania molekularnego”, dzięki której zróżnicowane komórki mogą powracać do swojego stanu embrionalnego[38][40].
  • przenoszeniu zaktywowanego fragmentu chromosomu z rejonu podbłonowego w rejon euchromatyny, gdzie rozpoczyna się transkrypcja. Ruch odbywa się dzięki oddziaływaniu aktyny z miozyną[41][42][43].
  • różnicowaniu się mioblastów z tworzeniem się miotubule – podczas miogenezy wzrasta poziom kompleksu aktyny z emeryną, co wskazuje na równoległą regulację emeryny, aktyny i lamin w trakcie tego procesu[25][44].
  • integracji przedziałów komórkowych - cytoplazmy i jądra. Aktyna jest cząsteczką sygnałową, integrującą cytoplazmatyczny i jądrowy szlak przekazywania informacji[45]. Przykład stanowi aktywacja szlaku sygnałowego w odpowiedzi na stymulację komórek surowicą in vitro[46][47][48].

Dzięki swojej zdolności do zmian konformacyjnych i oddziaływań z wieloma białkami aktyna pełni rolę regulatora tworzenia się i aktywności kompleksów białkowych np. kompleksu transkrypcyjnego[35].

Przypisy edytuj

  1. a b Clark TG, Merriam RW. Diffusible and bound actin nuclei of Xenopus laevis oocytes. „Cell.”. 12(4), s. 883-91, 1977. DOI: 10.1016/0092-8674(77)90152-0. PMID: 563771. 
  2. a b Hofmann WA. Cell and molecular biology of nuclear actin. „Int Rev Cell Mol Biol..”. 273, s. 219-63, 2009. DOI: 10.1016/S1937-6448(08)01806-6. PMID: 19215906. 
  3. Migocka-Patrzałek M, Malicka-Błaszkiewicz M. Aktyna w jądrze komórkowym. „Postepy Biochem.”. 55(2), s. 232-8, 2009. 
  4. a b Bohnsack MT, Stüven T, Kuhn C, Cordes VC, Görlich D. A selective block of nuclear actin export stabilizes the giant nuclei of Xenopus oocytes. „Nat Cell Biol.”. 8(3), s. 257-63, 2006. DOI: 10.1038/ncb1357. 
  5. Dopie J, Skarp KP, Rajakylä EK, Tanhuanpää K, Vartiainen MK. Active maintenance of nuclear actin by importin 9 supports transcription. „Proc Natl Acad Sci U S A.”. 109(9), s. E544-52, 2012. DOI: 10.1073/pnas.1118880109. PMID: 22323606. 
  6. Wada A, Fukuda M, Mishima M, Nishida E. Nuclear export of actin: a novel mechanism regulating the subcellular localization of a major cytoskeletal protein. „EMBO J.”. 17(6), s. 1635-41, 1998. 
  7. Stuven T, Hartmann E, Görlich D. Exportin 6: a novel nuclear export receptor that is specific for profilin.actin complexes. „EMBO J.”. 22(21), s. 5928-40, 2003. 
  8. Hofmann WA, Arduini A, Nicol SM, Camacho CJ, Lessard JL, Fuller-Pace FV, de Lanerolle P. SUMOylation of nuclear actin. „J Cell Biol.”. 186(2), s. 193-200, 2009. 
  9. a b Chhabra D, dos Remedios CG. Cofilin, actin and their complex observed in vivo using fluorescence resonance energy transfer. „Biophys J.”. 89(3), s. 1902-8, 2005. 
  10. McDonald D, Carrero G, Andrin C, de Vries G, Hendzel MJ. Nucleoplasmic beta-actin exists in a dynamic equilibrium between low-mobility polymeric species and rapidly diffusing populations. „J Cell Biol.”. 172(4), s. 541-52, 2006. 
  11. Jockusch BM, Schoenenberger CA, Stetefeld J, Aebi U. Tracking down the different forms of nuclear actin. „Trends Cell Biol.”. 16(8), s. 391-6, 2006. 
  12. a b Marta Migocka-Patrzałek, Aleksandra Makowiecka, Dorota Nowak, Antonina J. Mazur, Wilma A. Hofmann, Maria Malicka-Błaszkiewicz. β- and γ-Actin in the Nucleus of Human Melanoma A375 Cells. „Histochem Cell Biol.”, 2015. DOI: 10.1007/s00418-015-1349-8. PMID: 26239425. 
  13. Pederson T, Aebi U. Actin in the nucleus: what form and what for?. „J Struct Biol.”. 140(1-3), s. 3-9, 2002. 
  14. Agnieszka Chrustek, Magdalena Izdebska, Marta Hałas, Anna Klimaszewska-Wiśniewska, Maciej Gagat, Alina Grzanka. THE INFLUENCE OF DOXORUBICIN ON NUCLEAR AND CYTOPLASMIC POOL OF F-ACTIN IN THE A549 CELL LINE. „Medical and Biological Sciences”. 28 (2), s. 11-17, 2014. DOI: 10.12775/MBS.2014.010. 
  15. a b c Marta Migocka-Patrzałek, Aleksandra Makowiecka, Dorota Nowak, Antonina J. Mazur, Wilma A. Hofmann, Maria Malicka-Błaszkiewicz. β- and γ-Actin in the Nucleus of Human Melanoma A375 Cells. „Histochem Cell Biol.”, 2015. 
  16. Bergeron SE, Zhu M, Thiem SM, Friderici KH, Rubenstein PA. Ion-dependent polymerization differences between mammalian beta- and gamma-nonmuscle actin isoforms. „J Biol Chem.”. 285(21), s. 16087-95, 2010. DOI: 10.1074/jbc.M110.110130. PMID: 20308063. 
  17. Le PU, Nguyen TN, Drolet-Savoie P, Leclerc N, Nabi IR. Increased beta-actin expression in an invasive moloney sarcoma virus-transformed MDCK cell variant concentrates to the tips of multiple pseudopodia. „Cancer Res.”. 58(8), s. 1631-5, 1998. 
  18. Popow A, Nowak D, Malicka-Błaszkiewicz M. Actin cytoskeleton and beta-actin expression in correlation with higher invasiveness of selected hepatoma Morris 5123 cells. „J Physiol Pharmacol.”. 57 Suppl 7, s. 111-23, 2006. 
  19. Radwanska A, Baczynska D, Nowak D, Brézillon S, Popow A, Maquart FX, Wegrowski Y, Malicka-Blaszkiewicz M. Lumican affects actin cytoskeletal organization in human melanoma A375 cells. „Life Sci.”. 83(19-20), s. 651-60, 2008. 
  20. Spencer VA. Nuclear actin: A key player in extracellular matrix-nucleus communication. „Commun Integr Biol.”. 4(5), s. 511-2, 2011. 
  21. a b Zhao K, Wang W, Rando OJ, Xue Y, Swiderek K, Kuo A, Crabtree GR. Rapid and phosphoinositol-dependent binding of the SWI/SNF-like BAF complex to chromatin after T lymphocyte receptor signaling. „Cell.”. 95(5), s. 625-36, 1998. 
  22. a b Hofmann WA, Stojiljkovic L, Fuchsova B, Vargas GM, Mavrommatis E, Philimonenko V, Kysela K, Goodrich JA, Lessard JL, Hope TJ, Hozak P, de Lanerolle P. Actin is part of pre-initiation complexes and is necessary for transcription by RNA polymerase II. „Nat Cell Biol.”. 6(11), s. 1094-101, 2004. 
  23. a b Hu P, Wu S, Hernandez N. A role for beta-actin in RNA polymerase III transcription. „Genes Dev.”. 18(24), s. 3010-5, 2004. 
  24. a b Philimonenko VV, Zhao J, Iben S, Dingová H, Kyselá K, Kahle M, Zentgraf H, Hofmann WA, de Lanerolle P, Hozák P, Grummt I. Nuclear actin and myosin I are required for RNA polymerase I transcription. „Nat Cell Biol.”. 6(12), s. 1165-72, 2004. 
  25. a b Maraldi NM, Lattanzi G, Marmiroli S, Squarzoni S, Manzoli FA. New roles for lamins, nuclear envelope proteins and actin in the nucleus. „Adv Enzyme Regul.”. 44, s. 155-72, 2004. 
  26. Tondeleir D, Lambrechts A, Müller M, Jonckheere V, Doll T, Vandamme D, Bakkali K, Waterschoot D, Lemaistre M, Debeir O, Decaestecker C, Hinz B, Staes A, Timmerman E, Colaert N, Gevaert K, Vandekerckhove J, Ampe C. Cells Lacking β-Actin are Genetically Reprogrammed and Maintain Conditional Migratory Capacity. „Mol Cell Proteomics.”. 11(8), s. 255-71, 2012. 
  27. Holaska JM, Kowalski AK, Wilson KL. Emerin caps the pointed end of actin filaments: evidence for an actin cortical network at the nuclear inner membrane. „PLoS Biol.”. 2(9), s. E231, 2004. 
  28. Puckelwartz M, McNally EM. Emery-Dreifuss muscular dystrophy. „Handb Clin Neurol.”. 101, s. 155-66, 2011. 
  29. Farrants AKO. Chromatin remodelling and actin organisation. „FEBS Lett.”. 582(14), s. 2041-50, 2008. DOI: 10.1016/j.febslet.2008.04.032. PMID: 18442483. 
  30. Sjölinder M, Björk P, Söderberg E, Sabri N, Farrants AK, Visa N. The growing pre-mRNA recruits actin and chromatin-modifying factors to transcriptionally active genes. „Genes Dev.”. 19(16), s. 1871-84, 2005. 
  31. Grummt I. Actin and myosin as transcription factors. „Curr Opin Genet Dev.”. 16(2), s. 191-6, 2006. 
  32. Fedorova E, Zink D. Nuclear architecture and gene regulation. „Biochim Biophys Acta.”. 1783(11), s. 2174-84, 2008. 
  33. Skarp KP, Vartiainen MK. Actin on DNA-an ancient and dynamic relationship. „Cytoskeleton (Hoboken).”. 67(8), s. 487-95, 2010. 
  34. Olave IA, Reck-Peterson SL, Crabtree GR. Nuclear actin and actin-related proteins in chromatin remodeling. „Annu Rev Biochem.”. 71, s. 755-81, 2002. 
  35. a b Percipalle P, Visa N. Molecular functions of nuclear actin in transcription. „J Cell Biol.”. 172(7), s. 967-71, 2006. 
  36. Ferrai C, Naum-Onganía G, Longobardi E, Palazzolo M, Disanza A, Diaz VM, Crippa MP, Scita G, Blasi F. Induction of HoxB transcription by retinoic acid requires actin polymerization. „Mol Biol Cell.”. 20(15), s. 3543-51, 2009. 
  37. Xu YZ, Thuraisingam T, Morais DA, Rola-Pleszczynski M, Radzioch D. Nuclear translocation of beta-actin is involved in transcriptional regulation during macrophage differentiation of HL-60 cells. „Mol Biol Cell.”. 21(5), s. 811-20, 2010. 
  38. a b Miyamoto K, Gurdon JB. Nuclear actin and transcriptional activation. „Commun Integr Biol.”. 4(5), s. 582-3, 2011. 
  39. Huang W, Ghisletti S, Saijo K, Gandhi M, Aouadi M, Tesz GJ, Zhang DX, Yao J, Czech MP, Goode BL, Rosenfeld MG, Glass CK. Coronin 2A mediates actin-dependent de-repression of inflammatory response genes. „Nature.”. 470(7334), s. 414-8, 2011. 
  40. Miyamoto K, Pasque V, Jullien J, Gurdon JB. Nuclear actin polymerization is required for transcriptional reprogramming of Oct4 by oocytes. „Genes Dev.”. 25(9), s. 946-58, 2011. 
  41. Chuang CH, Carpenter AE, Fuchsova B, Johnson T, de Lanerolle P, Belmont AS. Long-range directional movement of an interphase chromosome site. „Curr Biol.”. 16(8), s. 825-31, 2006. DOI: 10.1016/j.cub.2006.03.059. PMID: 16631592. 
  42. Hofmann WA, Vargas GM, Ramchandran R, Stojiljkovic L, Goodrich JA, de Lanerolle P. Nuclear myosin I is necessary for the formation of the first phosphodiester bond during transcription initiation by RNA polymerase II. „J Cell Biochem.”. 99(4), s. 1001-9, 2006. 
  43. Sobczak M, Majewski Ł, Redowicz MJ. Miozyna w jądrze komórkowym. „Postepy Biochem.”. 55(2), s. 239-46, 2009. 
  44. Kiełbówna L, Migocka-Patrzałek M. Czynniki molekularne w fuzji mioblastów. „Postępy Biologii Komórki”. 41(4), s. 559-581, 2014. 
  45. Olson EN, Nordheim A. Linking actin dynamics and gene transcription to drive cellular motile functions. „Nat Rev Mol Cell Biol.”. 11(5), s. 353-65, 2010. 
  46. Miralles F, Posern G, Zaromytidou AI, Treisman R. Actin dynamics control SRF activity by regulation of its coactivator MAL. „Cell.”. 113(3), s. 329-42, 2003. 
  47. Vartiainen MK. Nuclear actin dynamics--from form to function. „FEBS Lett.”. 582(14), s. 2033-40, 2008. 
  48. Knöll B. Actin-mediated gene expression in neurons: the MRTF-SRF connection. „Biol Chem.”. 391(6), s. 591-7, 2010.