Bakterie brodawkowe
Bakterie brodawkowe, bakterie korzeniowe – glebowe bakterie azotowe z rodzaju Rhizobium, Bradyrhizobium, Azorhizobium, Sinorhizobium i Mesorhizobium żyjące w symbiozie z roślinami motylkowatymi, które tworzą na swych korzeniach narośla, tzw. brodawki korzeniowe[1][2]. Poza wymiennymi grupami należącymi do α-proteobakterii w symbiozę z roślinami wchodzą także Gram-dodatnie bakterie Frankia indukujące brodawki u roślin należących do Betulaceae, Casuarinaceae, Myricaceae, Elaeagnaceae, Rhamnaceae, Rosaceae, Coriariaceae i Datisticaceae[2]. Na początku XXI wieku odkryto, że brodawki korzeniowe u roślin bobowatych mogą być również indukowane przez bakterie nie należące do Rhizobiaceae. Są to bakterie z grupy Methylobacterium i Burkholderia[3][4].
Rośliny bobowate tworzą jedną z największych rodzin na Ziemi liczącą około 18000 gatunków, a ich sukces jest prawdopodobnie związany z symbiozą z bakteriami wiążącymi azot atmosferyczny[4].
Bakterie te mają zdolność wiązania wolnego azotu (N2), dzięki czemu zaopatrują rośliny w azot (40-550 kg N/ha/rok). W wyniku tej symbiozy rośliny dają plony o dużej zawartości azotu.
Każda roślina może współżyć tylko z określonym gatunkiem bakterii brodawkowych, np.:
- łubin współżyje z Bradyrhizobium sp.,
- soja – Bradyrhizobium japonicum,
- groch, bób i soczewica – Rhizobium leguminosarum bv. viceae,
- fasola – R. leguminosarum bv. phaseoli,
- koniczyna – R. leguminosarum bv. trifolii.
Rośliny tworzące brodawki korzeniowe są w stanie rozpoznać sygnał chemiczny od poszczególnych gatunków bakterii i ewolucyjnie dobierają optymalnego partnera[5]. Relacje bakterii z rodzaju Burkholderia są mniej specyficzne. Mogą one wchodzić w symbiozę z wieloma gatunkami roślin[6].
Dodatek małej ilości nawozu azotowego (nawożenie startowe) dostarcza roślinie we wczesnym okresie rozwoju pokarmu azotowego i zabezpiecza ją przed głodem azotowym w okresie między wyczerpaniem tego składnika z nasienia a początkiem symbiotycznego wiązania azotu z powietrza. Efektywność symbiozy między rośliną motylkowatą a bakteriami brodawkowymi zależy od: stosowanych pestycydów, zanieczyszczeń gleby metalami ciężkimi, jak również obecności bakteriofagów i niektórych szkodników glebowych (np. oprzędzika), które niszczą brodawki korzeniowe. Nadmierna chemizacja rolnictwa powoduje zubożenie gleb w bakterie brodawkowe, np. zaprawy nasienne opóźniają tempo wzrostu szczepów Rhizobium i Bradyrhizobium oraz zmniejszają liczebność i wielkość ich kolonii.
Inokulacja rolnicza edytuj
Chociaż bakterie brodawkowe znajdują się w glebie i zakażają korzenie samorzutnie, to w celu zwiększenia plonów roślin motylkowatych stosuje się szczepionki zawierające odpowiedni dla danego gatunku szczep lub mieszaninę szczepów bakterii. Najczęściej szczepienia dokonuje się poprzez zaprawianie nasion. Szczepionka powinna zawierać 10e7 -10e9 CFU/g; a na nasiono od 10e3 (np. koniczyny) do 10e5 (np. soi). Jednym z wielu komercyjnych produktów jest Nitragina. Bakterie muszą być żywe a giną w transporcie i podczas składowania preparatów. Szkodzi im także zamrażanie i temperatura powyżej 40 °C[potrzebny przypis].
Szczepionki wytwarza się przez namnażanie na sterylnym podłożu bakterii do 10e9 - 10e10 CFU/ml. Produkt może być komercjalizowany jako pofermentacyjny płyn, koncentrat olejowy lub liofilizat. Również płyn pofermentacyjny lub jego zwirowany kondensat może być mieszany z suchym nośnikiem na przykład drobno zmielonym torfem. By pył ten był przylepny do nasion używany bywa lepik, na przykład bakteryjny ksantan.
Do izolacji lokalnych szczepów można użyć selektywnego bezazotowego podłoża z 0.05% agaru (soft agar). Bakterie będą się namnażać w mikroaorofilnej strefie parę mm pod powierzchnią. Szczepy lokalne mogą być lepsze niż wprowadzane[7]. Na YMB/A (typowe podłoża) kwasogenne Rhizobium, Sinorhizobium dzielą się co 2-4 h, Bradyrhizobium alkalizujące podłoże co 6-8 h, więc na powstanie 1mm kolonii potrzeba tygodnia. Przy masowej produkcji bakterie dobrze rosną z dodatkiem serwatki do 10e10/ml w 297 K[potrzebny przypis].
Przypisy edytuj
- ↑ Gabryś Halina: Gospodarka azotowa W: Fizjologia roślin (red. Kopcewicz Jan, Lewak Stanisław). Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN, 2002, s. 246-259. ISBN 83-01-13753-3.
- ↑ a b DJ. Gage. Infection and invasion of roots by symbiotic, nitrogen-fixing rhizobia during nodulation of temperate legumes. „Microbiol Mol Biol Rev”. 68 (2), s. 280-300, 2004. DOI: 10.1128/MMBR.68.2.280-300.2004. PMID: 15187185.
- ↑ A. Sy, E. Giraud, P. Jourand, N. Garcia i inni. Methylotrophic Methylobacterium bacteria nodulate and fix nitrogen in symbiosis with legumes. „J Bacteriol”. 183 (1), s. 214-220, 2001. DOI: 10.1128/JB.183.1.214-220.2001. PMID: 11114919.
- ↑ a b L. Moulin, A. Munive, B. Dreyfus, C. Boivin-Masson. Nodulation of legumes by members of the beta-subclass of Proteobacteria. „Nature”. 411 (6840), s. 948-950, 2001. DOI: 10.1038/35082070. PMID: 11418858.
- ↑ KD. Heath, P. Tiffin. Stabilizing mechanisms in a legume-rhizobium mutualism. „Evolution”. 63 (3), s. 652-662, 2009. DOI: 10.1111/j.1558-5646.2008.00582.x. PMID: 19087187.
- ↑ P. Gyaneshwar, AM. Hirsch, L. Moulin, WM. Chen i inni. Legume-nodulating betaproteobacteria: diversity, host range, and future prospects. „Mol Plant Microbe Interact”. 24 (11), s. 1276-1288, 2011. DOI: 10.1094/MPMI-06-11-0172. PMID: 21830951.
- ↑ van Rensburg HJ, Strijdom BW. Effectiveness of Rhizobium strains used in inoculants after their introduction into soil. „Appl. Environ. Microbiol.”. 49 (1), s. 127–131, January 1985. PMID: 16346692. (ang.).