Lipopeptydy

każdy związek organiczny składający się z krótkiego łańcucha peptydowego połączonego z resztą lipidową

Lipopeptydyorganiczne związki chemiczne składające się z części peptydowej i lipidowej. Wiele z naturalnych i syntetycznych lipopeptydów wykazuje aktywność biologiczną[1]. Naturalne lipopeptydy są syntezowane drogą nierybosomalną w komórkach bakterii oraz grzybów, w trakcie przemian różnych związków organicznych[2].

Budowa edytuj

Cząsteczki lipopeptydów zbudowane są z cyklicznej lub liniowej części peptydowej oraz kowalencyjnie przyłączonego do niej łańcucha lipidowego lub innej cząsteczki lipofilowej. Ze względu na swoją budowę mają właściwości amfifilowe, to znaczy, że zawierają ugrupowania hydrofobowe – część lipidową, jak i hydrofilowe – część peptydową. Cyklizacja części peptydowej lipopeptydów znacznie wpływa na ochronę przez proteolizą[1].

Zastosowanie edytuj

Antybiotyki lipopeptydowe edytuj

Wiele lipopeptydów to antybiotyki należące do klasy peptydów przeciwdrobnoustrojowych o szerokim spektrum działania przeciwbakteryjnego[2]. Pierwszy lipopeptyd o właściwościach przeciwdrobnoustrojowych, czyli polimyksyna A został odkryty i wyizolowany w 1949 r. z bakterii glebowej Bacillus polymyxa[3]. Mechanizm działania lipopetydów opiera się na dezintegracji błony komórkowej drobnoustrojów, co prowadzi do powstania defektów w jej strukturze, a w efekcie do utraty potencjału błonowego oraz redukcji zdolności syntezy ATP, co w konsekwencji prowadzi do śmierci komórki[2].

Daptomycyna jest powszechnie stosowanym, naturalnie występującym, cyklicznym lipopeptydem. Jest stosowana jako lek w Stanach Zjednoczonych w leczeniu ogólnoustrojowych i zagrażających życiu zakażeń wywołanych przez bakterie Gram-dodatnie. Wykazuje aktywność przeciwko klinicznie opornym patogenom, takim jak gronkowiec złocisty oporny na metycylinę (MRSA), enterokoki oporne na wankomycynę (VRE), średniowrażliwe na glikopeptydy S. aureus (GISA), koagulazo-ujemne gronkowce (CNS) i oporny na penicylinę Streptococcus pneumoniae (PRSP)[4][5].

Inną grupą antybiotyków lipopeptydowych są polimyksyny B i E[6]. Pozwalają one zwalczać antybiotykooporne bakterie Gram-ujemne[7], a ich działanie polega na uwrażliwieniu bakterii na działanie antybiotyków skutecznych przeciw bakteriom Gram-dodatnim, gdyż umożliwiają ich przeniknięcie przez błonę komórkową[6]. Ich wadą jest neuro- i nefrotoksyczność[7].

Oktapeptyny są uważane za kolejną obiecującą grupę lipopeptydów przeciwbakteryjnych. Zostały opracowane w latach 70. XX wieku. Wykazują dobrą aktywność przeciwko bakteriom Gram-dodatnim, drożdżom i grzybom, mają lepsze działanie przeciwdrobnoustrojowe przeciwko opornym na polimyksynę bakteriom Gram-ujemnym, a potencjalnie oktapeptyna C4 ma zmniejszoną nefrotoksyczność w porównaniu z polimyksyną B i E. Wadą jest to, że jej skuteczność in vivo jest raczej słaba, najprawdopodobniej z powodu dużego wiązania z białkami osocza. Innym członkiem tej grupy jest oktapeptyna B5, która wykazuje działanie bakteriobójcze na bakterie Gram-ujemne, w tym wielolekooporne i skrajnie lekooporne izolaty kliniczne[8][9].

Echinokandyny stanowią klasę lipopeptydów o właściwościach przeciwgrzybiczych, są inhibitorami syntezy enzymu β(1,3)-D-glukanu[3]. Wszystkie cząsteczki w zastosowaniu klinicznym oraz na etapie badań rozwojowych to amfifilowe cykliczne heksapeptydy z N-połączonym łańcuchem bocznym acylolipidu i masą cząsteczkową około 1200 Da[10]. Echinokandyny zostały wyizolowane po raz pierwszy ze szczepu Aspergillus ruglosus i Aspergillus nidulans i charakteryzują się silnym działaniem przeciwgrzybiczym i przeciwdrożdżowym[11].

Pierwszym zarejestrowanym lekiem z grupy echinokandyn była półsyntetyczna kaspofungina, która pozyskiwana jest z grzyba Glarea lozoyensis. Jest przeznaczona do leczenia inwazyjnej aspergilozy[12].

Prace rozwojowe edytuj

Ze względu na stale rosnącą antybiotykooporność bakterii poszukiwane są nowe, często syntetyczne, lipopeptydy. Jednym z przykładów są związki zbudowane z tetrapeptydu sprzężonego z kwasami tłuszczowymi o różnych długościach łańcucha. Wpływają one na modelowe błony komórek bakteryjnych, zarówno bakterii Gram-ujemnych, jak i Gram-dodatnich, oraz wykazują stosunkowo niski poziom aktywności hemolitycznej[5].

Lipopeptydy w przemyśle kosmetycznym edytuj

Lipopeptydy są stosowane w przemyśle kosmetycznym ze względy na swoje wyjątkowe właściwości powierzchniowe (obniżają napięcie międzyfazowe, w szczególności napięcie powierzchniowe wody), działają przeciwzmarszczkowo oraz nawilżająco na skórę[13].

Surfaktyna jest najbardziej aktywnym biosurfaktantem o doskonałych właściwościach[14]. Znajduje zastosowanie dermatologiczne – stosuje się ją miejscowo. Surfaktyny są wysoce biokompatybilne i bardzo mało cytotoksyczne dla komórek ssaków. Niektóre firmy wykorzystują ją także w kosmetykach myjących[13][15].

Kilka firm z siedzibą w USA wprowadziło na rynek produkty anti-aging zawierające lipopeptydy. Właściwości lipopeptydów bezpośrednio pomagają stymulować produkcję kolagenu i elastyny. Dodatek antyoksydantu w kosmetykach to najskuteczniejszy sposób na opóźnienie peroksydacji lipidów[16]. Przeciwutleniacze chronią skórę przed wolnymi rodnikami, a co za tym idzie, sprawiają, że skóra jest gładsza i bardziej miękka. Dodatkowo dzięki swoim właściwościom przeciwbakteryjnym zabezpieczają skórę przed rozwojem bakterii, co przekłada się na bezpieczeństwo produktów kosmetycznych[17].

Lipopeptydy w przemyśle spożywczym edytuj

W przemyśle spożywczym lipopeptydy są wykorzystywane jako emulgatory w przetwarzaniu surowej żywności[3].

W piekarnictwie surfaktyny i ramnolipidy służą do zapewnienia trwałości, struktury i objętości wypieków. W przypadku wypieku muffinów i croissantów zaleca się dodatek 0,10% ramnolipidu w celu poprawy zawartości wilgoci, konsystencji i zachowania świeżości przez dłuższy czas[18]. Lipopeptydy zapobiegają również korozji powierzchni ze stali nierdzewnej[19].

Przypisy edytuj

  1. a b Ian W. Hamley, Lipopeptides: from self-assembly to bioactivity, „Chemical Communications”, 51 (41), 2015, s. 8574–8583, DOI10.1039/c5cc01535a, PMID25797909 (ang.).
  2. a b c Paulina Czechowicz, Joanna Nowicka, Antimicrobial activity of lipopeptides, „Postępy Mikrobiologii – Advancements of Microbiology”, 57 (3), 2018, s. 213–227, DOI10.21307/PM-2018.57.3.213 (ang.).
  3. a b c Santi M. Mandal, Aulus E.A.D. Barbosa, Octavio L. Franco, Lipopeptides in microbial infection control: scope and reality for industry, „Biotechnology Advances”, 31 (2), 2013, s. 338–345, DOI10.1016/j.biotechadv.2013.01.004, PMID23318669 (ang.).
  4. F.P. Tally i inni, Daptomycin: a novel agent for Gram-positive infections, „Expert Opinion on Investigational Drugs”, 8 (8), 1999, s. 1223–1238, DOI10.1517/13543784.8.8.1223, PMID15992147 (ang.).
  5. a b Joanna Juhaniewicz-Dębińska, Damian Dziubak, Sławomir Sęk, Physicochemical Characterization of Daptomycin Interaction with Negatively Charged Lipid Membranes, „Langmuir”, 36 (19), 2020, s. 5324–5335, DOI10.1021/acs.langmuir.0c00716, PMID32340456, PMCIDPMC7588137 (ang.).
  6. a b Martti Vaara, Polymyxins and Their Potential Next Generation as Therapeutic Antibiotics, „Frontiers in Microbiology”, 10, 2019, DOI10.3389/fmicb.2019.01689 (ang.).
  7. a b Nagah E. Edrees i inni, Curcumin alleviates colistin-induced nephrotoxicity and neurotoxicity in rats via attenuation of oxidative stress, inflammation and apoptosis, „Chemico-Biological Interactions”, 294, 2018, s. 56–64, DOI10.1016/j.cbi.2018.08.012, PMID30138604 (ang.).
  8. Tony Velkov i inni, Structure, Function, and Biosynthetic Origin of Octapeptin Antibiotics Active against Extensively Drug-Resistant Gram-Negative Bacteria, „Cell Chemical Biology”, 25 (4), 2018, 380–391.e5, DOI10.1016/j.chembiol.2018.01.005, PMID29396290, PMCIDPMC6560181 (ang.).
  9. Gayan Heruka De Zoysa i inni, Antimicrobial peptides with potential for biofilm eradication: synthesis and structure activity relationship studies of battacin peptides, „Journal of Medicinal Chemistry”, 58 (2), s. 625–639, DOI10.1021/jm501084q, PMID25495219 (ang.).
  10. David W. Denning, Echinocandin antifungal drugs, „The Lancet”, 362 (9390), 2003, s. 1142–1151, DOI10.1016/S0140-6736(03)14472-8 (ang.).
  11. Giovanna Pirri i inni, Lipopeptides as anti-infectives: a practical perspective, „Open Life Sciences”, 4 (3), 2009, s. 258–273, DOI10.2478/s11535-009-0031-3 (ang.).
  12. Valérie Letscher-Bru, Raoul Herbrecht, Caspofungin: the first representative of a new antifungal class, „The Journal of Antimicrobial Chemotherapy”, 51 (3), 2003, s. 513–521, DOI10.1093/jac/dkg117, PMID12615851 (ang.).
  13. a b M. Kanlayavattanakul, N. Lourith, Lipopeptides in cosmetics, „International Journal of Cosmetic Science”, 32 (1), 2010, s. 1–8, DOI10.1111/j.1468-2494.2009.00543.x, PMID19889045 (ang.).
  14. E. Rosenberg, E.Z. Ron, High- and low-molecular-mass microbial surfactants, „Applied Microbiology and Biotechnology”, 52 (2), 1999, s. 154–162, DOI10.1007/s002530051502, PMID10499255 (ang.).
  15. K. Arima, A. Kakinuma, G. Tamura, Surfactin, a crystalline peptidelipid surfactant produced by Bacillus subtilis: isolation, characterization and its inhibition of fibrin clot formation, „Biochemical and Biophysical Research Communications”, 31 (3), 1968, s. 488–494, DOI10.1016/0006-291x(68)90503-2, PMID4968234 (ang.).
  16. Pooja Singh, Swaranjit Singh Cameotra, Potential applications of microbial surfactants in biomedical sciences, „Trends in Biotechnology”, 22 (3), 2004, s. 142–146, DOI10.1016/j.tibtech.2004.01.010, PMID15036865 (ang.).
  17. Lijun Sun i inni, Isolation and characterization of a co-producer of fengycinsand surfactins, endophytic Bacillus amyloliquefaciens ES-2, from Scutellaria baicalensis Georgi, „World Journal of Microbiology and Biotechnology”, 22 (12), 2006, s. 1259–1266, DOI10.1007/s11274-006-9170-0 (ang.).
  18. Niranjan R. Gandhi, Victoria L. Palmer Skebba, Rhamnolipid compositions and related methods of use, patent US 7968499B2, 28 czerwca 2011 (ang.).
  19. Catherine Dagbert, Thierry Meylheuc, Marie-Noëlle Bellon-Fontaine, Corrosion behaviour of AISI 304 stainless steel in presence of a biosurfactant produced by Pseudomonas fluorescens, „Electrochimica Acta”, 51 (24), 2006, s. 5221–5227, DOI10.1016/j.electacta.2006.03.063 (ang.).